본 연구는 동물복제 및 형질전환 동물생산 등의 연구에 기초자료를 제공하고자 재래산양의 oocyte를 단위발생을 유도하여 회수난자의 조건, 활성화방법, 배양조건 등이 단위발생란의 체외발달율에 미치는 영향을 조사하여 재래산 양의 최적의 배양조건을 확립하고자 실시하였다. 난자의 회수는 체중 15～25 Kg 전 ㆍ 후의 성숙한 미경산 재래산양에 FSH와 PMSG 를 사용하여 과배란을 유기하여 hCG 투여 후 제 35시간째에 외과적인 방법으로 in vivo (체내성숙) 난자는 난관을 관류하는 방법으로 회수하였고, in vitro (체외성숙) 난자는 난포로부터 흡입하여 난포란을 채취하여 약 22시간 체외성숙을 실시하였다. 활성화 처리는 전기자극법과 Ionomycin + 6-DMAP를 처리하여 단위발생을 유도하였다. 복제수정란의 배양은 M16, TCM-199 및 mSOF 배양액으로 6～7일 동안 체외배양을 실시하였다. 활성화를 유도하기 위하여 전기자극 및 ionomycin + 6-DMAP 처리를 하였을 때 분할율은 각각 64.1 및 76.5%로서 이들간에 차이는 없었다. 배반포기로의 발달율은 전기자극방법으로는 전혀 발달이 이루어지지 않았으나, ionomycin +6-DMAP 처리방법에서는 15.6%가 배반포로 발달하였다. In vivo 난자와 in vitro 난자를 활성화를 유도하였을 때 분할율은 86.8 및 69.0%로서 이들간에 유의적인 차이는 없었다. 4-세포기(93.9% vs 66.1%), 8-세포기(90.9% vs 37.0%) 및 상실배기(89.4% vs 23.6%)는 이들간에 유의적(P<0.05)인 차이가 있었으며, 배반포기로의 발달율은 체내성숙난자가 50.0%로서 체외성숙난자의 0.8%보다는 유의적으로 높았다. 활성화를 유도한 난자를 mSOF 배양액으로 체외배양을 실시하였을 때 분할율은 81.0%로서 TCM-199 +oviduct cell 의 64.3% 및 Ml6 배양액의 51.6%보다는 높게 나타났다. 배반포기로의 발달율은 mSOF 배양액에서는 3.4%가 발달하였으나, TCM-199+ oviduct cell 배양액과 M16 배양액에서는 전혀 발달이 이루어지지 않았다. 이상의 결과는 포유동물 난자의 단위발생의 유도 및 체외배양시 난자의 공급원, 난자의 활성화 방법 및 배양조건 등이 차후 단위발생란의 체외발생율에 크게 영향을 미칠 수 있는 근거를 제시해 준다.

본 연구는 재래산양의 핵이식을 실시하여 공여세포의 조건, 전기적 세기 및 융합횟수 등이 융합율과 체외발달율에 미치는 영향을 조사하여 최적의 융합조건을 확립하고자 실시하였다. 공여세포는 귀 유래 섬유아세포와 태아 유래 섬유아세포 2종류를 분리 배양하여 사용하였으며, 수핵란의 채취는 성숙한 미경산 재래산양에 과배란을 유기하여 hCG 투여 후 제 35시간째에 외과적인 방법으로 in vivo (체내성숙)난자는 난관을 관류하는 방법으로 회수하고 in vitro (체외성숙)난자는 난포로부터 흡입하여 난포란을 채취하여 약 22시간 체외성숙을 실시하였다. 수핵난자는 난구세포를 제거한 다음 0.05 M sucrose를 처리하여 세포질이 양호하고 극체가 뚜렷하게 보이는 난자만을 선별하여 핵이식을 실시하였다. 핵이식란의 융합은 전기자극방법으로 융합을 실시하였으며, 핵이식 조작 후 약 3시간 동안 전배양을 실시한 다음 활성화를 유도하였다. 복제수정란은 0.8% BSA가 첨가된 mSOF 배양액으로 6∼7일 동안 체외 배양을 실시하였다. 귀 유래 섬유아세포를 공여세포로 사용하였을 때 융합율은 60.4%로서 태아 유래 섬유아세포의 40.3%보다는 높게 나타났다. 분할율에 있어서는 귀 유래 섬유아세포와 태아 유래 섬유아세포가 각각 47.6 및 48.2%로서 차이가 없었다. 2.40∼2.46 ㎸/㎝로 전기자극을 주었을 때 융합율은 43.8%로서 1.30∼l.40 ㎸/㎝(26.7%)와 2.30∼2.39 ㎸/㎝ (34.8%)가 높게 나타났으며, 융합이 이루어진 핵이식란의 분할율은 82.9(1.30∼l.40 ㎸/㎝), 43.8(2.30∼2.39 ㎸/㎝) 및 51.8%(2.40∼2.46 ㎸/㎝)로서 전기자극의 세기에 따른 유의적(p＜0.05)인 차이는 없었다. 전기융합을 1회 실시하였을 때 in vivo 난자는 43.5%로서 in vitro 난자의 23.6%보다 유의적으로 높게 나타났으며, 2회 실시하였을 때는 55.7(in vivo) 및 39.2%(in vitro)로 in vivo에서 높게 나타났다. 3회 자극을 주어 전체 융합율은 in vivo가 66.1%로서 in vitro의 52.8%보다는 유의적으로 높게 나타났다.

DNA methylation at CpG sites, which is a epigenetic modification, is associated with gene expression without change of DNA sequences. During early mouse embryogenesis, dynamic changes of DNA methylation occur. In this study, DNA methylation patterns of porcine embryos produced in vivo and in vitro were examined at various developmental stages by the immunocytochemical staining method. Interestingly, active demethylation was not observed on the paternal pronucleus of porcine zygotes. However, differences were detected in the passive demethylation process between in vivo and in vitro embryos. There was no change in the DNA methylation state until the blastocyst stage of in vivo embryos, whereas partial demethylation was observed in several blastomeres from a 4 cell stage to a morula stage of in vitro embryos. The whole genome of inner cell mass (ICM) and trophectoderm (TE) cells in porcine blastocysts were evenly methylated without de novo methylation. Our findings demonstrate that genome-wide demethylation does not occur in pig embryos during preimplantation development unlike murine and bovine embryos. It indicates that the machinery regulating epigenetic reprogramming may be different between species.